Diagnóstico de parásitos internos (endoparásitos) en pequeños animales:
El diagnóstico ante mortem de las infestaciones endoparasitarias en pequeños animales suele basarse en la detección de estadios inmaduros de los parásitos que pueden estar presentes en las heces, la orina, la saliva, el esputo o la sangre.
El análisis coprológico constituye una parte importante de las pruebas de diagnóstico de laboratorio para detectar infestaciones parasitarias. Se pueden detectar muchos tipos de parásitos internos en animales pequeños usando diferentes métodos de análisis de heces.
Las técnicas de análisis coprológico no son invasivas y son relativamente baratas, lo que las convierte en una de las pruebas diagnósticas más rentables disponibles. Las muestras fecales deben ser lo más recientes posible.
Se debe indicar a los dueños de perros que envíen solo muestras recolectadas inmediatamente después de la deposición (para asegurarse de que la muestra procede de su propio perro).
Los dueños de gatos deben limpiar la caja de arena y luego recolectar la siguiente muestra disponible.
Las muestras se deben colocar en recipientes de plástico herméticos y que no goteen. Si las muestras no pueden enviarse en un plazo de 2 horas desde su obtención, deben refrigerarse a una temperatura de 4 °C.
Las muestras expuestas al suelo o a la hierba durante largos períodos no son adecuadas porque podrían haber sido invadidas por nematodos de vida libre.
Las muestras incubadas a temperatura ambiente durante más de 6 horas no son adecuadas porque los huevos de helmintos tardan menos de 6 horas en desarrollarse y eclosionar, así como los trofozoítos o quistes de protozoarios en degradarse.
Los estadios inmaduros del parásito pueden excretarse esporádicamente en las heces del animal infestado. Por lo tanto, un solo resultado negativo del análisis coprológico es insuficiente para descartar la parasitosis en los animales que muestran signos clínicos indicativos de infestación parasitaria.
Para descartar la parasitosis, los análisis deben realizarse con tres muestras recolectadas ya sea en días consecutivos o durante un período de 7-10 días.
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Es posible obtener resultados falsos positivos con todos los métodos de análisis coprológico debido a la coprofagia (perros) y la caza (gatos, perros).
Un perro que ingiere heces que contienen huevos de helmintos, quistes de protozoarios o larvas de nematodos de un animal infestado eliminará esos parásitos en sus heces durante los días siguientes.
Un gato o un perro que caza expulsará en sus heces las estadios inmaduros de cualquier parásito que se encuentre en la presa que coma durante varios días después de alimentarse de ese animal.
Análisis coprológico para el diagnóstico de parásitos internos en pequeños animales
Los métodos de análisis coprológico más utilizados son la flotación simple y la flotación por centrifugación. Otros métodos pueden ser el frotis directo, la sedimentación simple, el examen de Baermann y la prueba de ELISA. Cada uno de estos métodos adicionales se prefiere para determinadas indicaciones, como se detalla a continuación.
Flotación fecal simple
La flotación simple a menudo se realiza con kits comerciales (vea ), en los cuales se mezcla una pequeña cantidad de heces con una solución de flotación de alta densidad (1,18-1,33) a base de sal o azúcar en una cámara. Se deben seguir las instrucciones específicas para el kit comercial. En general, las instrucciones para estos kits son una variación de lo siguiente:
Se coloca una pequeña cantidad de heces en el fondo de la cámara.
La cámara está llena hasta la mitad con la solución de flotación.
Se coloca el inserto en la cámara y se rota de adelante hacia atrás un cuarto de vuelta durante 20-30 segundos para mezclar las heces con el medio de flotación.
El inserto está firmemente encajado en su lugar en la cámara.
La cámara se llena completamente con el medio de flotación para formar un menisco positivo.
Se agrega un cubreobjetos o un portaobjetos en la parte superior.
La muestra se deja reposar durante 5-10 minutos. Los estadios parasitarios se concentran a medida que flotan hasta la superficie del medio de flotación y se adhieren al portaobjetos o cubreobjetos.
Luego, el cubreobjetos se coloca en un portaobjetos de vidrio y se examina al microscopio con el objetivo 10X para identificar los parásitos.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Flotación fecal por centrifugación
La sensibilidad de detección de la flotación fecal mejora considerablemente si se agrega el centrifugado (vea ). En general, la flotación por centrifugación es muy superior a la flotación simple para detectar parásitos. El ejemplo más dramático es la detección de los huevos bipolares de tricúridos o capiláridos.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
La flotación por centrifugación se realiza de la siguiente manera:
Se mezcla aproximadamente 1 cucharadita de heces (3-5 g) en un medio de flotación, se tamiza a través de una gasa o un colador de té, se vierte en un tubo de ensayo y se centrifuga a 650 g durante 10 minutos.
Luego se agrega un medio de flotación hasta llenar completamente el tubo de ensayo (formando un menisco positivo).
Se coloca un cubreobjetos y se deja reposar la muestra durante 5-20 minutos.
El cubreobjetos se coloca en un portaobjetos y toda el área bajo el cubreobjetos se examina de manera sistemática utilizando el objetivo de 10X de un microscopio compuesto.
La mayoría de los huevos de helmintos y quistes de protozoarios se detectan mediante flotación por centrifugación (vea las de perros y ). Los trofozoítos de protozoarios, las larvas de nematodos, los huevos de espirúridos, los huevos de acantocéfalos y los huevos operculados (trematodos, Diphyllobothrium spp., Spirometra mansonoides) no se detectan de manera fiable mediante métodos de flotación.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Hay varios medios de flotación disponibles para su uso. El medio de flotación con azúcar tiene la ventaja de no cristalizar tan fácilmente como las soluciones salinas; por lo tanto, los portaobjetos preparados con medio azucarado pueden conservarse en el refrigerador durante unos días si se necesita reexaminar la muestra o consultar con un colega.
Para su uso en el diagnóstico de pequeños animales, se considera que la flotación por centrifugación con sulfato de zinc (ZnSO4; densidad 1,18) es la mejor opción para detectar quistes de Giardia duodenalis.
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Frotis directo
La prueba de análisis coprológico más simple y económica es el frotis directo. Se mezcla una pequeña partícula de heces (en el extremo de un bastoncillo aplicador) con una gota de solución salina sobre un portaobjetos, y se examina el portaobjetos al microscopio. Se debe tener cuidado de no mezclar demasiada materia fecal (debería verse fácilmente la letra a través de la preparación si se colocara en un libro). Bajar (cerrar parcialmente) el condensador del microscopio ayuda a disminuir el brillo y aumenta el contraste, lo que generalmente facilita la visualización de huevos o trofozoítos de parásitos sin teñir.
El frotis directo es el método de elección para la detección de trofozoítos de protozoarios como G. duodenalis y Tritrichomonas blagburni. Cuando se sospecha de estos parásitos, se deben hacer frotis directos de heces muy recientes (en los 20 minutos posteriores a la deposición), porque los trofozoítos mueren y se vuelven irreconocibles muy rápidamente después de que el animal infestado elimina las heces.
Todos los parásitos enumerados anteriormente que no se detectan de manera fiable mediante flotación por centrifugación se pueden diagnosticar mediante frotis directo; sin embargo, es habitual obtener resultados falsos negativos debido a la escasa cantidad de heces que se examina.
Sedimentación simple
La sedimentación simple es el método de elección para detectar huevos operculados. La prueba es fácil de preparar, pero su realización requiere bastante tiempo:
Se mezcla una pequeña cantidad de materia fecal (1-2 g) con agua y se pasa por un colador grueso (gasa o colador de té).
Se vierte la solución de agua fecal en un tubo de ensayo y se deja reposar en posición vertical en una gradilla durante 5 minutos.
Se retira el sobrenadante, se llena nuevamente el tubo con agua limpia, se vuelve a suspender el sedimento agitando con un aplicador y se deja reposar el tubo durante otros 5 minutos.
Esta secuencia se repite una tercera vez, durante la cual se vierte el sobrenadante y se examina microscópicamente la pequeña cantidad de líquido y sedimento restantes (se colocan varias gotas en un portaobjetos y se añade un cubreobjetos).
Debido al tiempo que requiere el examen de una muestra de sedimentación, esta prueba debe reservarse para los casos en que el animal tenga signos clínicos indicativos de infestación por un parásito cuyos huevos no se detecten de forma fiable mediante flotación por centrifugación.
La sedimentación simple es el método de elección para los huevos operculados de trematodos (Alaria spp., Cryptocotyle lingua, Nanophyetus salmincola, Paragonimus kellicotti, Platynosomum illiciens) y cestodos pseudofilídeos (Diphyllobothrium spp., S. mansonoides).
Cuando se sospecha de infestación por el trematodo sanguíneo Heterobilharzia americana, se debe utilizar solución salina en lugar de agua para el procedimiento de sedimentación. El agua induce a los huevos a eclosionar y liberar los miracidios ciliados, que se perderían con el sobrenadante, lo que daría resultados falsos negativos.
También se recomienda la sedimentación simple para detectar los huevos de nematodos espirúridos (Physaloptera spp.) o acantocéfalos (por ejemplo, Onicola canis), ninguno de los cuales se detecta de manera fiable mediante métodos de flotación.
Examen de Baermann
El examen de Baermann es el método de elección para detectar larvas de nematodos (es decir, vermes pulmonares y Strongyloides stercoralis). La prueba es fácil de preparar; sin embargo, la identificación precisa de las larvas de nematodos suele ser difícil.
Se debe tener especial cuidado para garantizar que el cliente haya recogido solo muestras recientes (es decir, materia fecal recogida y enviada en un plazo de 2 horas desde la deposición, o refrigerada inmediatamente después de su recogida y almacenada durante no más de 2-3 días antes de su envío). Además, la eliminación de larvas en las heces tiende a ser esporádica en animales infestados con nematodos pulmonares, lo que aumenta las posibilidades de obtener un resultado falso negativo. Por lo tanto, podrían ser necesarios tres exámenes de Baermann de muestras recogidas en 3 días consecutivos o cada 2-3 días para detectar infestaciones.
El examen de Baermann requiere un embudo de vidrio con un tubo adjunto, una pinza, un soporte para embudos, una gasa y agua caliente del grifo (consulte de preparación del examen de Baermann):
Con la pinza bien sujeta y el tubo cerrado, se llena el embudo hasta la mitad con agua caliente del grifo (no demasiado caliente como para tocarla sin guantes).
Se colocan aproximadamente 10-20 g de heces recientes sobre una doble capa de gasa, y se introduce un bastoncillo aplicador a través de las esquinas de la gasa para formar un cabestrillo alrededor de la muestra fecal.
Se coloca en el agua la muestra envuelta en gasa y se deja reposar durante al menos 8 horas.
Con cuidado de no derramar ninguna de las primeras gotas, se suelta suavemente la pinza y el líquido queda atrapado en un tubo de ensayo de 15 mL.
Se centrifuga el tubo (650 g, 10 minutos), se descarta el sobrenadante y se examinan las pocas gotas y sedimentos restantes colocando una gota en un portaobjetos al microscopio y añadiendo un cubreobjetos.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Las larvas de nematodos suelen ser bastante activas y se mueven con vigor, por lo que son relativamente fáciles de ver con el objetivo de 10X del microscopio. Una vez detectadas, las larvas deben inactivarse para examinarlas en detalle e identificarlas con precisión. Las larvas pueden inactivarse simplemente colocando una gota de yodo diluido (aproximadamente del color del té) en el borde del cubreobjetos y permitiendo que se absorba a través de los parásitos debajo del cubreobjetos.
El examen de Baermann es el método de elección para detectar infestaciones intestinales causadas por S. stercoralis (en perros) e infestaciones cardiorrespiratorias causadas por Aelurostrongylus abstrusus (en gatos), Angiostrongylus vasorum (en perros) y Crenosoma vulpis (en perros).
El examen de Baermann no es el método de elección para identificar infestaciones causadas por Filaroides hirthi u Oslerus osleri en perros. Las larvas de estos dos patógenos carecen del vigor y la motilidad necesarios para nadar desde la muestra fecal hasta el agua tibia; por lo tanto, no se detectan de forma fiable mediante el examen de Baermann.
En el caso de F. hirthi y O. osleri en perros, se recomienda un examen microscópico de saliva, esputo o muestras de lavado transtraqueal o lavado broncoalveolar. También se puede utilizar broncoscopia para identificar los grandes nódulos en forma de verruga de O. osleri en la bifurcación de la tráquea.
Pruebas inmunológicas
Se puede utilizar una prueba de ELISA fecal disponible en el mercado para evaluar la infestación por G. duodenalis en perros y gatos. Es precisa y más sensible que un único examen de flotación por centrifugación con ZnSO4 realizado por un laboratorista experimentado en diagnóstico.
Una sola prueba de ELISA equivale aproximadamente a realizar tres exámenes de flotación por centrifugación con ZnSO4. Esta prueba de ELISA no requiere el nivel de habilidad y la experiencia que son necesarios para un diagnóstico morfológico preciso.
Una desventaja de la prueba de ELISA es el costo: detecta solo un patógeno, mientras que la flotación fecal puede detectar múltiples parásitos. Además, la prueba de ELISA produce resultados positivos durante un período prolongado en animales que han sido tratados, se han recuperado y ya no excretan quistes en las heces. Por lo tanto, no es adecuada para el monitoreo posterior al tratamiento o cuando el perro debe dar negativo para volver a ingresar en una guardería canina.
En gatos con tritricomoniasis, aunque los trofozoítos de T. blagburni se detectan fácilmente por frotis directo, no se pueden diferenciar de los de la Pentatrichomonas spp. El diagnóstico definitivo requiere el cultivo de heces, seguido de una prueba de PCR.
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Examen de orina para el diagnóstico de parásitos internos en pequeños animales
Los huevos de Pearsonema plica (sin. Capillaria plica) y Dioctophyme renale pueden detectarse en el sedimento durante el análisis de orina de los perros.
Los huevos de P. plica presentan opérculos bipolares y contienen una sola célula embrionaria Los huevos de D. renale tienen una pared de cáscara gruesa, son ligeramente más grandes y contienen un embrión bicelular.
Los huevos con opérculos bipolares Pearsonema feliscati (sin. Capillaria feliscati) se pueden detectar en la orina de los gatos.
Examen de saliva-esputo para el diagnóstico de parásitos internos en pequeños animales
Consulte el texto sobre F. hirthi y O. osleri en el Examen de Baermann más arriba.
Análisis de sangre para el diagnóstico de parásitos internos en pequeños animales
Para detectar la dirofilariosis (Dirofilaria immitis) y varios hemoparásitos protozoarios (p. ej., Babesia spp, Cytauxzoon felis, Hepatozoon canis), se analizan muestras de sangre.
Pruebas para detectar la dirofilariosis
Actualmente, se recomienda realizar tanto una prueba de detección de antígenos como una prueba de microfilarias para el diagnóstico de laboratorio de la dirofilariosis en perros.
Hay varias opciones comerciales de pruebas de antígenos disponibles para detectar la infestación por D. immitis en perros y gatos. Estas pruebas detectan los antígenos circulantes de hembras adultas y se recomienda su uso en animales que estuvieron expuestos al menos 7 meses antes de las pruebas.
Las pruebas son tan precisas y sensibles que el veterinario puede olvidar fácilmente que aún son posibles tanto los resultados falsos negativos como los falsos positivos. Anteriormente, se pensaba que los falsos negativos ocurrían solo si el animal se sometía a pruebas demasiado pronto después de la exposición (es decir, antes de los 7 meses) o si había muy pocos gusanos hembra presentes. Ahora se reconoce que algunos perros dan negativo incluso cuando hay una gran carga de vermes, porque el antígeno puede ser secuestrado en complejos antígeno-anticuerpo.
La recomendación actual de realizar tanto una prueba de antígenos como una prueba de microfilaria consigue la mayor sensibilidad de detección. Las pruebas de microfilaria con mayor sensibilidad de detección son la prueba de Knott modificada y la prueba de filtración. En ambas pruebas se examina la sangre anticoagulada, mezclada con formol y teñida con azul de metileno, para permitir la identificación de microfilarias en un portaobjetos al microscopio, como se describe a continuación:
Prueba de Knott modificada:
Se agrega 1 mL de sangre anticoagulada (EDTA o heparina) a 9 mL de formol al 2 % en un tubo de ensayo de 15 mL.
Se mezcla inmediatamente la sangre con el formol invirtiendo el tubo de ensayo de arriba hacia abajo 5-6 veces.
Se centrifuga la muestra (a 173 g durante 5 minutos).
Se desecha el sobrenadante.
Se agregan de 1-2 gotas de azul de metileno al 0,1 % y se vuelve a suspender el sedimento en el colorante agitando con un bastoncillo aplicador.
Se pipetea la solución en un portaobjetos, se cubre y se examina con el objetivo 10X de un microscopio compuesto.
Se examina al microscopio todo el volumen de la mezcla de sedimento y azul de metileno al 0,1 %.
Prueba de filtración:
Se agrega 1 mL de sangre anticoagulada (con EDTA o heparina) a 9 mL de formol al 2 % en una jeringa.
Se mezcla inmediatamente la sangre con el formol invirtiendo la jeringa hacia arriba y hacia abajo 5-6 veces
La jeringa está conectada a un portafiltros que contiene un filtro de 25 mm con un tamaño de poro de 5 μm.
Se presiona el émbolo, lo que empuja toda la mezcla a través del filtro.
Se rellena la jeringa con agua y se empuja la mezcla acuosa a través del filtro.
Se rellena la jeringa con aire y se empuja el aire a través del filtro.
Se desenrosca el portafiltro, se retira el filtro con unas pinzas y se coloca sobre un portaobjetos (lado de la jeringa hacia arriba).
Se añade una gota de azul de metileno al 0,1 %, se coloca un cubreobjetos sobre la muestra y se examina con el objetivo 10X de un microscopio compuesto.
Hay que tener en cuenta que el 25-33 % de los perros infestados no tienen microfilarias circulantes, lo que hace que la infestación sea indetectable mediante estas pruebas.
Además de contener microfilarias de D. immitis, las muestras de sangre canina en América del Norte también pueden contener microfilarias del nematodo subcutáneo no patógeno Acanthocheilonema reconditum (anteriormente Dipetalonema reconditum). Las microfilarias de D. immitis y A. reconditum se pueden diferenciar por tamaño y morfología utilizando la prueba de Knott modificada (ver la ). No se pueden diferenciar con la prueba de filtración.
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Los métodos de detección menos sensibles son el frotis sanguíneo directo (gota de sangre colocada en un portaobjetos, cubierta con un cubreobjetos y examinada en busca de microfilarias) y la prueba del tubo de hematocrito (se centrifuga la sangre y se examina la capa leucocitaria al microscopio a medida que las microfilarias migran al plasma). Además, las microfilarias pueden detectarse en un frotis sanguíneo seco teñido con tinción de Wright-Giemsa.
El diagnóstico de la dirofilariosis en gatos se basa en una combinación de la prueba de antígenos y una prueba de anticuerpos. Las pruebas de antígenos son menos útiles en gatos que en perros debido a la menor carga de parásitos que normalmente se produce en los gatos.
Disponibles para su uso en gatos, las pruebas de anticuerpos detectan anticuerpos circulantes y, por lo tanto, detectan la exposición. Tanto las pruebas de los gatos que están actualmente infestados como las de los gatos que han estado expuestos en el pasado dan resultados positivos. Debido a que los gatos infestados rara vez tienen microfilarias circulantes, no se recomienda el uso de pruebas de microfilaria en gatos.
Pruebas para detectar protozoos de transmisión hemática
Los parásitos protozoarios de transmisión hemática Babesia spp., Cytauxzoon felis y Hepatozoon canis se pueden detectar en frotis de sangre secos teñidos con Giemsa y por métodos inmunológicos y moleculares.
La parasitemia es más pronunciada en la fase aguda de la infestación y, por lo tanto, se puede detectar en frotis de sangre teñidos. A medida que la infestación se vuelve más crónica, es posible que no haya parasitemia, lo que requiere métodos inmunológicos (ELISA, ensayo de inmunofluorescencia, ensayo de hemaglutinación indirecta) o métodos moleculares.
Identificación morfológica
Para lograr la experiencia necesaria para realizar una identificación morfológica precisa de varios estadios de parásitos inmaduros se requiere un alto nivel de capacitación y experiencia. Se trata de una habilidad adquirida muy subjetiva, que requiere la capacidad de reconocer y evaluar características morfológicas sutiles. Una herramienta extremadamente valiosa que agrega datos objetivos a la evaluación morfológica de los estadios de los parásitos es un micrómetro ocular.
El micrómetro ocular es una pequeña escala que se coloca en el ocular del microscopio compuesto y se calibra para cada objetivo del microscopio. Permite al usuario medir el tamaño de cada parásito presente en el portaobjetos, lo que facilita una caracterización y diagnóstico precisos. Es relativamente barato y se puede trasladar fácilmente a otro microscopio según sea necesario. Los micrómetros oculares se pueden comprar en cualquier distribuidor de microscopios.
Diagnóstico de parásitos internos (endoparásitos) en caballos y animales de producción
En el caso de los animales de abasto, deben obtenerse muestras fecales recientes de los pastizales, establos o, preferentemente, del recto del animal con guantes de plástico. Las muestras han de colocarse en un frasco debidamente identificado y sellado. Las muestras de más de 6 horas de antigüedad no son adecuadas por las mismas razones que se indicaron anteriormente para la obtención de muestras fecales de mascotas.
Se debe recolectar un número representativo de muestras del rebaño de un mínimo de 10 animales para tener en cuenta la elevada variación individual típica en el número de huevos excretados. Las muestras se pueden combinar después de mezclarlas minuciosamente para permitir el examen de una sola muestra compuesta para el rebaño.
La refrigeración es importante para la integridad de las muestras; a menos que se refrigeren, los huevos de helmintos pueden desarrollarse y eclosionar en las muestras recogidas por la mañana y que no se devuelven al laboratorio hasta el final del día.
Los mismos métodos cualitativos de análisis coprológico descritos anteriormente para pequeños animales se utilizan en caballos y animales de producción.
Los métodos cuantitativos de conteo de huevos fecales (FEC) también se utilizan en la práctica con grandes animales. Los FEC son una herramienta necesaria para la detección precoz de la resistencia a los antihelmínticos, y son la piedra angular sobre la que se basan los programas selectivos de control de los parásitos en equinos.
Los métodos Cornell-Wisconsin (doble centrifugado) y McMaster están disponibles para obtener FEC en animales de producción. El dispositivo mini-FLOTAC es un aparato más nuevo para la detección de huevos fecales que ahora está disponible comercialmente en los EE. UU.
La técnica de doble centrifugado de Cornell-Wisconsin es el método de FEC más sensible y debe usarse solo cuando se esperan recuentos relativamente bajos (como en el caso de los bovinos adultos o los camélidos). Con recuentos de más de 100 huevos por gramo (EPG), la fatiga del conteo afecta negativamente la precisión de la FEC. En tales situaciones, se lograrán recuentos más precisos utilizando un método de dilución como el recuento de McMaster.
El procedimiento mini-FLOTAC es más sensible que el método McMaster; sin embargo, también requiere más tiempo.
En rumiantes, estos métodos de FEC pueden utilizarse para estimar la carga relativa de infestación por nematodos del “complejo parasitario gastrointestinal” (p. ej., huevos de tricostrongílidos del ganado bovino), al tiempo que detectan coccidios y otros parásitos, como las tenias. En los caballos, los FEC se utilizan principalmente para cuantificar la excreción fecal de huevos de estrongílidos.
El método Cornell-Wisconsin consta de los siguientes pasos:
Se colocan tres gramos de materia fecal en un recipiente, se suspenden en aproximadamente 15 mL de agua, se cuelan a través de una gasa cuadrada en un tubo de 15 mL y se centrifugan (a 270 g, 10 minutos).
Se vierte el sobrenadante y se mezcla el sedimento con una solución de azúcar saturada, llenando el tubo lo suficiente como para formar un menisco positivo, y se coloca un cubreobjetos de 22 × 22 mm en el borde del tubo de ensayo.
Se vuelve a centrifugar el tubo a baja velocidad (270 g, 5 minutos).
Se retira el cubreobjetos, con la película superficial que contiene los huevos, y se transfiere a un portaobjetos de microscopio para contar los huevos de tricostrongílidos en las heces de bovinos, ovinos, caprinos o camélidos.
El total se divide por 3 para obtener la EPG.
Si se observan otros parásitos, se clasifican según su abundancia: +1 (pocos), +2 (número reducido), +3 (número elevado) o +4 (demasiado numerosos para contarlos).
Cuando es probable que los FEC sean altos (>100 EPG), se recomienda el método McMaster o mini-FLOTAC. En ambos métodos se utiliza un portaobjetos o cámara calibrada y un medio de flotación de azúcar. Una solución saturada de sal de mesa (densidad 1,20) es un medio alternativo económico para diagnosticar parásitos en animales de producción; sin embargo, la sal puede ser muy corrosiva para las superficies metálicas. El sulfato de magnesio (densidad de 1,20) es el medio preferido para las heces de cerdo.
Los portaobjetos de McMaster contienen dos cámaras con áreas grabadas de volumen conocido (ver ) que se utilizan para estimar la EPG y se utilizan con frecuencia para FEC en caballos y pequeños rumiantes. El método McMaster procede de la siguiente manera:
Se cuela (a través de una gasa o un colador de té) la materia fecal (4 g) mezclada con el medio de flotación de azúcar (56 mL).
Tras mezclar bien, se introduce la solución en cada cámara con una pipeta Pasteur.
Se cuentan los huevos dentro de la cuadrícula marcada utilizando un aumento bajo (objetivo 10X).
Cortesía del Dr. Gary Conboy.
Cada cámara del portaobjetos McMaster tiene un volumen de 0,15 mL debajo de la rejilla grabada. Debido a que se examinan dos cámaras, se evalúan 0,3 mL del volumen total de la muestra de 60 mL (es decir, la muestra total es 200 veces mayor que la porción examinada). Por ejemplo, si se mezclan 4 g de materia fecal con 56 mL de solución de azúcar, cada huevo contado se multiplica por 50 (es decir, el factor de 200 mencionado anteriormente, dividido entre los 4 g de heces de la muestra original) para obtener los EPG en la muestra fecal (es decir, la sensibilidad es de 50 EPG). En los caballos, la sensibilidad puede aumentarse a 25 EPG utilizando 4 g de heces en la mitad del volumen (26 mL) de solución azucarada; el número total de huevos contados en el portaobjetos (en las cámaras 1 y 2) se multiplica por 50 para obtener el EPG.
A menudo es posible establecer una correlación aceptable entre la EPG y la carga parasitaria relativa en animales jóvenes; sin embargo, los animales adultos suelen tener recuentos bajos (<5 EPG) o nulos.
En bovinos jóvenes, que generalmente tienen recuentos de EPG 10 veces mayores que los adultos, los recuentos >50 reflejan una infestación moderada, y los recuentos >500 indican una carga elevada y la necesidad de tratamiento. No existe consenso sobre la cifra exacta; sin embargo, a menudo se utilizan umbrales de tratamiento ≥250 EPG para los programas de control de estróngilos en caballos. En el caso de las ovejas y las cabras, un recuento de EPG >5000 se considera alto y justifica el tratamiento.
Debido a que los huevos de parásitos no flotan fácilmente, se utilizan procedimientos cuantitativos de sedimentación fecal:
Se mezclan dos gramos de materia fecal con 35 mL de solución jabonosa (detergente líquido al 2 %) y se cuelan a través de una gasa en un tubo de centrifugadora de 50 mL.
Se llena el tubo con agua jabonosa y se deja reposar durante 3 minutos, después de lo cual se descarta la mitad del sobrenadante.
Este procedimiento se repite dos o tres veces, hasta que el sobrenadante esté limpio.
Se vierten todos menos 15 mL y se agregan dos gotas de azul de metileno nuevo.
Se cuentan los huevos con un microscopio de disección en una placa de Petri cuadriculada o examinando varios portaobjetos con cubreobjetos de la nueva mezcla de azul de metileno.
Los huevos del trematodo hepático Fasciola hepatica se diferencian de los del trematodo ruminal Paramphistomum por su color dorado, su forma de barril más pronunciada y su tamaño ligeramente mayor, en comparación con el color gris, el extremo más puntiagudo y el tamaño más pequeño de los huevos del trematodo ruminal, que normalmente no son patógenos. Los kits comerciales de tamiz-sedimento pueden reducir el tiempo de preparación de la muestra en un 50 %.
En bovinos, un recuento de EPG de Fasciola superior a 3 sugiere pérdidas económicas, y un recuento de EPG superior a 10 podría estar asociado con signos clínicos.
Examen de parásitos externos (ectoparásitos) en pequeños animales y animales de producción
Consulte los capítulos relacionados en la sección Sistema tegumentario.